脊髓损伤运用电针结合减重步行训练疗法的治疗机制,SCI医学论文_学术堂
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脊髓损伤运用电针结合减重步行训练疗法的治疗机制
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　　脊髓损伤发生率随着汽车产业的迅猛发展呈现逐年增高的趋势，而脊髓一旦损伤往往导致损伤节段以下肢体严重的功能障碍，给患者、家属、社会带来了极大的负担。脊髓损伤与中枢神经具有密切关系。据报道，抑制因子的存在以及促进性环境的缺失是阻碍中枢神经再生的众多因素之一。并发现髓磷脂相关抑制因子 Nogo、MAG、OMgp（ Oligdendro-cyte - associated myelin glycoprotein） 具有激活 Rho /Rock 激酶信号通路的作用。有研究发现电针作用于脊髓损伤后的大鼠能抑制这些因子表达，而运用Rho 抑制剂如盐酸法舒地尔可以通过竞争性拮抗作用抑制该通路[1],从而促进轴突再生[2 -3].课题组的前期研究已证实夹脊电针对脊髓损伤后的大鼠在行为学以及与神经再生功能相关的蛋白表达中具有良性干预作用[4 -5].本研究欲从 Rho/ROCK 激酶信号通路入手，观察电针结合运动疗法对该通路上的 Cdc42 的蛋白表达影响。
　　1 材料与方法。
　　1. 1 实验动物与分组 健康成年雄性 SD 大鼠 90只，购于中国科学院上海实验动物中心，体重 180 ~200g.实验前适应性饲养一周，采用 SPSS 软件产生随机数字给予染色标记编号，将其随机分为假手术对照组（ A 组） ,造模后再将其余大鼠随机分组为模型对照组（ B 组） 、夹脊电针观察组（ C 组） 和夹脊电针结合 BWSTT 观察组（ D 组） 、药物组（ E 组） .每组在 7d、14d、28d 三个时间点各取 6 只。
　　1. 2 实验主要试剂与仪器 Cdc42 一抗（ abcam,1∶ 1000） ; SP - 9001 免疫组化试剂盒（ 博海生物工程有限公司） ; DAB 显色试剂盒（ 中杉金桥） ; 盐酸法舒地尔（ 天津红日药业股份有限公司） ; 佗牌 0. 5 寸无菌针灸针（ 0. 30mm & 13mm） ; 韩氏（ HANS） 电针仪（ HANS -100） ; NYU 脊椎冲击损伤仪（ 美国，NYU -2） .
　　1. 3 脊髓损伤模型的制备 腹腔注射 10% 水合氯醛（ 3. 5mL/kg） 进行麻醉，背部暴露 T9 - T10 段脊髓，运用 NYU 脊椎冲击损伤仪以5cm/10g 的势能撞击暴露段脊髓，造成该区域急性中度脊髓损伤，然后冲洗伤口后逐层缝合。假手术对照组仅切除椎板。三个征象出现其中两个即为造模成功： ①身体痉挛性颤动； ②尾巴痉挛性摇动； ③硬脊膜内充血或血肿。术后腹腔注射青霉素抗感染，按摩膀胱帮助排尿。各组大鼠造模后分别进行 BBB 评分，2 分以上剔除并进行动物实验的增补。术后分别在 7d、14d、28d 各时间点记录 BBB 评分以观察运动功能恢复状况后处死取损伤节段脊髓进行检测。
　　1. 4 治疗方法 模型对照组： 给予腹腔注射生理盐水（ 量同药物组注射的药物） ,每日一次； 电针组： 于造模成功后给予夹脊电针治疗。在损伤椎体的棘突旁开距后正中线 3 ~ 4mm 处取穴，垂直进针约 3 ~4mm,针尖触及椎板，将 HANS - 100 的导线正负极夹在同侧的毫针针柄上，频率 2/100Hz[6],电流1mA,20min / 日； 电针结合运动组： 在夹脊电针治疗的基础上，术后第七天时进行减重步行法康复训练。训练装置以大鼠跑步机为运动平板，然后将一根带夹子的短铁丝夹住大鼠的项背部皮肤，再用一根带夹子的可调节长度的铜线夹住大鼠背侧靠近尾部的皮肤，训练平板的速度为 8m/min,减重量为大鼠体重的 70%、60%、30%,分别维持一星期。训练时间为每日 2 次，每次 5min.
　　1. 5 检测方法。
　　1. 5. 1 Western blot 检测 取出标本，提取蛋白，制作标准曲线，测定标本的蛋白浓度，以总蛋白量为30ug 计算上样体积。一抗浓度（ Cdc42 1 ∶ 1000,内参 & - actin 1∶ 1000） ,4℃孵育过夜，二抗以 1: 5000溶于 T - TBS,室温孵育 1h.暗盒中放上 X - rayfiLm 曝光 5 ~ 10min 后进行显影和定影，采用 ImageJ软件分析蛋白相对表达量（ 蛋白相对表达量 = 蛋白表达量/内参 & - actin 表达量） .
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标题: 【讨论】大鼠腹腔注射最多可以打多少(大鼠,腹腔注射,腹腔,给药,尾静脉)
摘要: [【讨论】大鼠腹腔注射最多可以打多少(大鼠,腹腔注射,腹腔,给药,尾静脉)] 似乎我所知道的大鼠给药方式中，应该是腹腔和灌胃还比较方便可行，至于尾静脉给药，我看过别人做，好象很费劲，尾静脉很不好扎，而且推药很容易浪费．我现在主要采取腹腔给药，我做大鼠的手术心梗模型，术前麻醉每只大鼠至少给1ml－－术后青霉素要给２ml－－为了让大鼠早些苏醒，我还给催醒的药物１ml,这样加起来至少有４ml，对于大鼠来说多不多呢，它的血容量毕竟也没多少，而且腹腔给这么多，会不会影响成活率？谢谢～ 关键词:[大鼠 腹腔 给药 腹腔注射 尾静脉 灌胃 麻醉]……
似乎我所知道的大鼠给药方式中，应该是腹腔和灌胃还比较方便可行，至于尾静脉给药，我看过别人做，好象很费劲，尾静脉很不好扎，而且推药很容易浪费．我现在主要采取腹腔给药，我做大鼠的手术心梗模型，术前麻醉每只大鼠至少给1ml－－术后青霉素要给２ml－－为了让大鼠早些苏醒，我还给催醒的药物１ml,这样加起来至少有４ml，对于大鼠来说多不多呢，它的血容量毕竟也没多少，而且腹腔给这么多，会不会影响成活率？谢谢～
回复哦．还有，是不是有些药物必须要求静脉给呢？或者说有没有什么药物限制腹腔给药？thanks again!回复大鼠腹腔给药的一次注射量为1-2ml/100g。一般来说静脉给要效果好。回复
１．一般常规给药容量为：小鼠：ig－0.2-1.0 ml/10g；iv、ip、sc－0.2-0.5 ml/10g；大鼠 ：ig－1.0-2.0 ml/100g；iv、ip、sc－0.5-1.0 ml/100g．２．腹腔注射是指将药物注入动物胃肠道浆膜以外、腹膜以内的注射方式。这种注射方式吸收较快，当实验动物较小，难以找到静脉或血管不明显时，可以通过腹腔注射.但不是所有药物都可以作腹腔注射。１ 高渗盐水、糖水（如１０％氯化钠液，５０％、１０％葡萄糖液）不能作腹腔注射，因为它们会引起反渗透，使组织脱水和腹水增加。２ 刺激性药液，如氯化钙、磺胺、抗菌素不能作腹腔注射，它们易引起腹膜炎和组织坏死。３ 油乳剂、有沉淀的药物、半固体药剂不宜作腹腔注射，这些药物不易吸收。腹腔注射只宜用等渗药液（如５％葡萄糖液、０．９％生理盐水）适当配伍无刺激性的药物（如肌苷、维生素Ｂ１、维生素Ｃ），而且注射量不宜太大,注射药液温度应与体温相近；注射速度要快，针头不宜过长，切忌刺伤膀胱、肾脏或其它内脏器官，同时应注意消毒。腹腔注射的次数还不宜过多.静脉注射法是将药物直接注入静脉内，随血液循环分布到全身。这种方法所产生的药效作用最快，对剂量较大，或有刺激性的药物采用静脉注射也是首选。如氯化钙、高渗葡萄糖液、高渗盐水等应静脉注射。药物不宜口服、皮下或肌内注射时，需要迅速发生药效者可选用静脉注射.腹腔注射与静脉注射主要区别在于药效作用快慢以及适用药物方面.回复
kem ，你好，看了你的回复，我真的吓出一身冷汗，因为我的大鼠术后都是腹腔给的抗生素(antibiotic)，我们师姐师兄包括我的导师都是这样打的，而且，腹腔给药方便，几乎所有的药我都是腹腔给的，比如我给大鼠做完手术，由于戊巴比妥那麻醉时间长，而且抑制呼吸，所以我要打催醒的药（一般1－2ml),抗生素(antibiotic)（2ml)，有时候大鼠状态不好，我还会适当给些多巴胺，呼吸兴奋剂之类的药（1－2ml,不常规给）。按您的说法，我这样是极大的不合理。可是静脉给药难度大大，比如手术第二天，我还需要给抗生素(antibiotic)，如果静脉注射，我怕大鼠挣扎太厉害会影响到它的伤口，而且我做的是心梗模型，我怕会诱发恶性心律失常。还有，怎样保证注射药和体温接近呢，大鼠体温要比人的体温高些吧？我的实验需要大鼠存活好几个月，所以我太在意鼠的状态了，所以希望在每一个环节都尽量做到合理，安全，望再指点一二！谢谢！回复这位朋友不好意思,很久没上来了.象楼主这种情况,我想应该也是很普遍的.有时要做到面面俱到确实很难.不过觉得你目前的做法还是可行的,毕竟2ml的(antibiotic)对大鼠来说应该影响不大的.呵呵,综合实验目的和结果,自己权衡利弊吧.
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标题: 预防大鼠感染的具体方法(大鼠,剂量,链霉素,青霉素)
摘要: [预防大鼠感染的具体方法(大鼠,剂量,链霉素,青霉素)] 相关疾病：大鼠在术后为了预防感染,给予一定剂量的青霉素和链霉素,这个剂量应该怎样确定呢? 关键词:[大鼠 剂量 青霉素 链霉素]……
大鼠在术后为了预防感染,给予一定剂量的青霉素和链霉素,这个剂量应该怎样确定呢?
回复盛青霉素干粉的小瓶，用生理盐水注满，摇匀。大鼠后腿肌注，1～2ml/200g腹腔注射也行，2～3ml/200g回复可以腹腔一次注射青霉素，人用量的10－8倍剂量。回复盛青霉素干粉的小瓶，用生理盐水注满，摇匀。大鼠后腿肌注，1～2ml/200g腹腔注射也行，2～3ml/200g青霉素有80万单位和120万单位一瓶，应该说情单位。我们是10－15万单位/250g回复
术后常规肌注青霉素80万单位以预防感染或术后局部使用青霉素以预防感染
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